限られた不規則な組織欠損を架橋するための粘着性クライオゲル粒子

May 15, 2023

軍事医学研究第 10 巻、記事番号: 15 (2023) この記事を引用

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1 オルトメトリック

メトリクスの詳細

損傷した組織の再建には、表面止血と組織架橋の両方が必要です。物理的外傷または外科的治療によって損傷を受けた組織は、任意の表面トポグラフィーを持つ可能性があり、組織の架橋が困難になります。

この研究では、キトサン、アクリル酸、1-エチル-3-(3-ジメチルアミノプロピル) カルボジイミド (EDC) および N-ヒドロキシスクシンイミド (NHS) から作られた粘着性クリオゲル粒子 (ACP) の形態の組織接着剤を提案しています。ブタの心臓、腸、肝臓、筋肉、胃などの組織を集め、180度剥離試験により接着性能を調べました。 ACP の細胞毒性は、ヒト正常肝細胞 (LO2) およびヒト腸上皮細胞 (Caco-2) の細胞増殖によって評価されました。炎症の程度と生分解性をラット背部皮下モデルで調べた。不規則な組織欠損を架橋する ACP の能力は、ブタの心臓、肝臓、腎臓を ex vivo モデルとして使用して評価されました。さらに、ラットの肝臓破裂およびウサギの腸吻合を修復するモデルを確立し、有効性、生体適合性、および臨床手術での適用可能性を検証しました。

ACP は、実質臓器の深いヘリンボーン溝や海綿体臓器の環状部分など、限られた不規則な組織欠損に適用できます。 ACP は組織間に強固な接着を形成しました [心臓では (670.9 ± 50.1) J/m2、腸では (607.6 ± 30.0) J/m2、肝臓では (473.7 ± 37.0) J/m2、(186.1 ± 13.3) J/筋肉の場合は m2、胃の場合は (579.3 ± 32.3) J/m2]。 ACP は、in vitro 研究でかなりの細胞適合性を示し、3 日間の高レベルの細胞生存率 [LO2 については (98.8 ± 1.2) %、Caco-2 については (98.3 ± 1.6) %] でした。これは、破裂したラットの肝臓における炎症修復に匹敵し（縫合糸の閉鎖と比較して P = 0.58）、ウサギの腸吻合と同様の炎症修復を示します（縫合糸の吻合と比較して P = 0.40）。さらに、ACP に基づく腸吻合術 (30 秒未満) は、従来の縫合プロセス (10 分以上) よりも著しく高速でした。手術後に ACP が分解すると、組織は癒着界面を越えて治癒します。

ACP は、不規則な組織欠損を迅速に埋める能力を備え、臨床手術や戦場での救助用の接着剤として有望です。

治療の実践では、外科医は通常、従来の縫合を行って損傷した組織を再構築しますが、損傷した組織は自動的に破壊され、限定的で不規則な欠損をもつ断片になります。たとえば、暴力的な外傷によって手足や臓器が骨折し、深くて狭い溝のある傷ができることがあります[1、2、3、4]。血管や腸管は手術中に切断され、不規則な環状断面が生じる可能性があります[5、6、7、8]。組織の再構築には、表面の止血と別々の組織の橋渡しが必要です。しかし、不規則な表面を持つ限られた組織を架橋するのは困難です。縫合は組織を架橋するための最も一般的な方法ですが、この手順は不規則な形状の組織では非常に時間がかかる可能性があり[9]、界面またはピンホールからの漏出率が高くなります[10、11]。

接着剤は組織を架橋する有望な方法です [12]。シアノアクリレート、フィブリン、ポリエチレングリコール接着剤、ナノ粒子、生物由来の接着剤、ヒドロゲルなどのいくつかの組織接着剤が使用されています。しかし、生体適合性の欠如 (例、シアノアクリレート [13、14、15]) や組織への接着力の弱さ (例、フィブリン [16、17、18]、ポリエチレングリコール [19、20]、ナノ粒子) など、いくつかの欠点が強調されています。 [21]、および生物由来の接着剤 [22])。対照的に、接着性ヒドロゲルは優れた生体適合性を有し、組織への強力な接着、薬物放出の制御、および創傷管理能力を示します[23、24、25、26]。しかし、プレハブヒドロゲルは、限定された不規則な組織欠損に対する適用性が限られています[27、28]。ヒドロゲルテープは超強力かつ耐障害性の接着力で組織の表面に接着できますが[29]、テープは欠損の外側に貼付されるため、内部の毛細管漏出を防ぐことはできません。任意の組織欠損に直接適用されたヒドロゲル前駆体の場合、結果として得られるヒドロゲルは常に弱く、ゲル化プロセスには外部刺激 (例: 紫外線曝露 [30]、加熱 [31、32]、pH 変化 [27]) が必要になる場合があります。）、組織と組織の境界面には適用されません。ペーストおよび乾燥粒子ベースの組織接着剤は、限られた不規則な組織欠損に適用するのに利点がある[33,34,35,36,37,38]が、非分解性薬剤とそれらのヒドロゲルは、物質交換の障害物として組織内に保持されるであろう。そして界面を介した組織の治癒。最近の報告では、コアセルベートが不規則な標的部位に適合できることが示されました[39]が、ヒドロゲルに変換するには長い時間（約10分）がかかり、生分解性がないため、組織-組織表面間の適用は制限されています。一般に、理想的な組織接着剤は次の 3 つの要件を満たす必要があります。1) 接着剤は、限られた不規則な組織欠損の界面に接着できなければなりません [6、7]。 2) 界面接着は急速に形成され、加えられた機械的負荷に耐えるのに十分な強度を持たなければなりません [40]。 3) 保存される接着剤は、材料交換や組織の治癒を妨げないように、生体適合性および生分解性である必要があります [12]。

限られた不規則な組織欠損を埋めるために、接着性クリオゲル粒子 (ACP) を設計および合成しました。これは、調製および適用において以前の接着剤とは異なりました。準備として、ACP はヒドロゲルの凍結乾燥と粉砕のプロセスを通じて合成されました。得られた接着剤は粒子状であり、テープ、接着剤、前駆体などの他のほとんどの接着剤とは形態が異なります。ポリアクリル酸鎖は 1-エチル-3-(3-ジメチルアミノプロピル) カルボジイミド (EDC)/N-ヒドロキシスクシンイミド ( NHS) 反応では、高価な前処理された生体ポリマーを使用するのではなく、適用において、ACP は組織表面だけでなく組織と組織の界面にも適用できるという点で他の接着剤とは異なります。 ACPは、組織を点ごとに橋渡しするステープルとして機能しました。マイクロサイズの ACP は、不規則な形状の組織表面に簡単に適用でき、癒着を形成できます。粒子は多孔質になるように製造されているため、組織からの残留水を迅速に吸収し、刺激を与えることなく粘着性のヒドロゲルになることができます。粘着性ヒドロゲルには、組織表面に即座に強力に粘着する官能基が含まれています。したがって、ACP は、組織の破壊エネルギーに匹敵する界面接着エネルギーで 10 秒以内に組織を架橋するために利用されました。細胞培養および背部皮下移植における生体適合性および生分解性も検証されました。この研究は、生体内および生体外でのさまざまな破壊組織への ACP の適用が実現可能であることを実証しています。任意の組織表面に適応したACPは、瞬時に強力な接着を示し、優れた生体適合性を示します。これらは、多くの臨床手術において組織を架橋するための接着剤として期待されています。

すべての動物実験は浙江大学の施設内動物管理使用委員会 (IACUC) によって承認され (#ZJU20220181)、術後のケアは浙江大学サールンランショー病院動物実験センターのスタッフによって監督されました。

粘着性ヒドロゲルを調製するには、アクリル酸 (AAc、Aladdin)、キトサン (MW = 30,000、Macklin)、α-ケトグルタル酸 (α-keto、Sigma-Aldrich)、NHS (Macklin)、および EDC (Yuanye Bio-Technology)に使われていた。生理食塩水を用いて上記ヒドロゲルを精製し、未反応のAAcを除去した。液体窒素を使用して、調製したヒドロゲルを凍結乾燥してACPを生成しました。インビトロ生分解試験では、ダルベッコのリン酸緩衝生理食塩水 (DPBS、カルシウムとマグネシウムを含まない、Gibco)、リゾチーム (Sigma-Aldrich)、およびパンクレアチン (Solarbio) を使用しました。 180 度剥離試験では、アクリルアミド (AAm、Aladdin)、N,N'-メチレンビスアクリルアミド (MBAA、Sigma-Aldrich)、α-ケトグルタル酸 (α-keto、Sigma-Aldrich) を使用して強靱なハイドロゲルを調製しました。。さらに、ティッシュおよび丈夫なヒドロゲルに適用される硬い裏打ち層は、ポリ（メタクリル酸メチル）フィルム（厚さ 70 μm、Anyuan Tech）および瞬間接着剤（PR100、3 M）で作られました。

接着剤を調製するために、０．０２ｇのキトサン、０．０１ｇのＥＤＣ、および０．００４ｇのＮＨＳを５ｍｌの脱イオン水に添加し、次いで撹拌した。１ｍｌのＡＡｃを混合物に滴下し、キトサンを完全に溶解した。懸濁液が溶液に変化するとき、100μlのα-ケト溶液(脱イオン水中0.1mol/L)を開始剤として前駆体に添加した。超音波脱泡後、調製した溶液をシリンジに移し、嫌気条件下で型として使用した。次に、シリンジを紫外線 (UV) 放射線 (365 nm、500 mJ/cm2 出力) に 60 分間曝露しました。ヒドロゲルを注射器から取り出し、２５０ｍｌの食塩水に７２時間浸漬した。生理食塩水を毎日更新して、残留アクリルモノマーを除去しました（追加ファイル1：図S1a、b）。

ACPの調製のために、精製された粘着性ヒドロゲルブロックを液体窒素に浸漬し、完全に凍結させた。次いで、凍結ヒドロゲルを３０秒間粉砕して、凍結ヒドロゲル粉末を得た。粉末を72時間凍結乾燥した。 ACPはアルミホイル袋に密封され、使用前に乾燥剤とともにドライボックスに保管されました（追加ファイル1：図S1c、d）。

特に明記しない限り、すべての組織およびヒドロゲルサンプルは、ACP に浸漬する前に PBS で洗浄され、その後 10 秒間プレスされました (重量により 6.25 kPa の圧力が適用されました)。機械的試験用のサンプルはすべて、幅 2 cm、長さ 8 cm にスライスされました。サンプルの厚さは、組織の幾何学的形態に応じて 2 ～ 5 mm の範囲でした。標準的な 180 度剥離試験 (5465、Instron) は、100 mm/分の一定の剥離速度で界面靱性を測定しました。代表的な力 - 変位曲線では、力が増加し、定常状態で接着サンプルが剥離されていることを示すプラトーに達しました (追加ファイル 1: 図 S2)。プラトー力は定常剥離過程における平均値から算出した。界面靱性は、プラトー力をサンプルの幅で割った値の 2 倍に等しくなります。裏打ち層として瞬間接着剤を使用して、ポリ（メチルメタクリレート）フィルムをサンプルに貼り付けました。 180 度剥離試験で得られた点を 3 ～ 5 回繰り返し、平均値と標準偏差として示します。

ACP の分解性を測定するために、ACP を 2 つの異なる酵素溶液に別々に浸しました。パンクレアチン溶液での分解試験では、ACP (約 0.1 g) を 10 ml の市販のトリプシン溶液に浸しました。リゾチーム溶液中での分解試験では、500μlの1mg/mlリゾチーム水溶液を10mlのDPBSに添加した。次にパンクレアチン溶液をリゾチームに置き換えました。すべてのサンプルをガラスバイアル（20 ml）に密封し、220 rpmで振盪しながら37℃でインキュベートしました。 2 日ごとに、残りの ACP をメディアから取得しました。まず、サンプルを遠心分離して、ACP と塩の分解生成物を PBS から除去しました。次いで、ＡＣＰを脱イオン水で３回洗浄した。最後に、サンプルを凍結乾燥し、重量を測定しました。残りの凍結乾燥ACPの質量と元のACPの質量の比を使用して、分解を決定した。

ACPおよびACPに付着した他の組織を走査型電子顕微鏡(GEMINI 300、ZEISS)で調べた。詳細には、ACP が付着した組織サンプルを小さな正方形の小片 (辺幅 = 5 mm) に切断し、その後液体窒素に浸して形状を固定しました。次に、冷凍サンプルを凍結乾燥し、白金スパッタリングを使用して画質を向上させました（追加ファイル 1：図 S3）。

KBr ペレット法による透過型 FTIR (iS50、Thermo Fisher) を使用して、ACP の組成を特性評価しました。各スペクトルは、波数範囲 4000 ～ 400 cm-1、分解能 4 cm-1 で 8 回スキャンされました。特徴的な吸収ピークが FTIR スペクトルでマークされました (追加ファイル 1: 図 S4)。

C18 カラムを備えた分析 HPLC (HPLC; U3000、Thermo Fisher) を使用して、ACP からの残留アクリルモノマーを分析しました。ＨＰＬＣ用の分析物は次のように調製した。まず、10 ml の接着性ヒドロゲルを 500 ml の生理食塩水中で撹拌しながら 3 日間インキュベートしました。未反応の AAc は、平衡に達するまで粘着性ヒドロゲルから生理食塩水に拡散しました。飽和を避けるために、生理食塩水を毎日交換した。次に、収集した上清を滅菌 0.2 μm シリンジフィルターで濾過し、分析のために HPLC システムに注入しました。検量線を得るために、異なる濃度、すなわち 20 ng/ml、50 ng/ml、200 ng/ml、300 ng/ml、および 500 ng/ml の一連の AAc 標準溶液を使用しました。 HPLC 手順では、移動相は 2 つの部分で構成されます: A) 0.35% リン酸水溶液 (体積パーセントで 95%)、および B) アセトニトリル (体積パーセントで 5%)。 (追加ファイル 1: 図 S5) 流量は 1 ml/min に固定され、溶出時間は 10 分で、溶離液の検出は 210 nm でモニタリングされました。 ACP 中の残留アクリルモノマーの濃度は、さまざまなアクリル酸モノマー濃度の検量線に基づいて計算されました。

インビトロ生体適合性試験は、細胞培養用のACP馴化培地を使用して実施されました（追加ファイル1：図S6）。 in vitro 生体適合性試験用の ACP ならし培地を調製するために、1 mg の ACP を 10% ウシ胎児血清、1% ペニシリン、1% ストレプトマイシンを添加した 1 ml のダルベッコ改変イーグル培地 (DMEM) 中で 37 ℃ でインキュベートしました。 24時間。 ACPを含まない未使用のDMEMを対照として使用しました。 LO2 細胞または Caco-2 細胞を 3,000 細胞/ウェルの密度で 96 ウェルプレートにプレーティングし、DMEM 中で一晩維持しました。次に、調製した細胞をACP馴化培地または未使用のDMEMで処理しました。 5% CO2、37℃で 24 時間/48 時間/72 時間インキュベートした後、2 色の蛍光細胞生存率を提供する哺乳類細胞用 LIVE/DEAD® Viability Assay Kit (Thermo Fisher Scientific) によって細胞生存率を評価しました。このアッセイは、細胞生存率の既知のパラメーターを測定する 2 つのプローブを使用した生細胞と死細胞の同時測定に基づいています。プロトコールを以下に示します。 1) バイアルを解凍します。 2) Live Green (Comp. A) を Dead Red (Comp. B) に転送します。 3) 混合して 2X 実用溶液を作成します。 4) 等量の 2X 作業溶液を 2 時間以内に細胞に添加します。 5) 20℃〜25℃で15分間インキュベートします。 6) 画像セル。また、共焦点顕微鏡 (LSM900、ZEISS) を使用して、それぞれ 495 nm/515 nm および 495 nm/635 nm の励起/発光波長で生細胞 (緑) と死細胞 (赤) を画像化しました。 Cell Counting Kit-8 (Yeason、中国) を使用して、メーカーの指示に従って細胞増殖を測定しました。マルチスキャン分光光度計 (Thermo Scientific) を使用して 450 nm での吸光度を測定しました。

雌の Sprague-Dawley ラット (225 g ～ 250 g) を生体適合性および生分解性試験に使用しました。 ACPの生体適合性と生分解性を評価するために、すべてのラット（n = 30）をACPグループ（n = 15）とフィブリンゲルグループ（漢邦、中国）（n = 15）にランダムに割り当てました。サブグループ: ACP D3 (n = 5)、ACP W1 (n = 5)、ACP W2 (n = 5)、フィブリンゲル D3 (n = 5)、フィブリンゲル W1 (n = 5)、およびフィブリンゲル W2 ( n = 5)。移植前に、ACP とフィブリンゲルを無菌環境で準備しました。背側皮下空間へのACPまたはフィブリンゲルの移植のために、ケタミン(80mg/kg)の腹腔内投与を使用してラットを麻酔した。ラットの背中の毛を取り除き、手術中は加熱パッドの上に置きました。ラットの背中の中央に１ｃｍの皮膚切開を行った後、その切開部からラットの頭部に向かって１／２ｃｍの鈍的切開を行って、移植のためのスペースを作成した。 1 mgのACPまたは0.1 mlのフィブリンゲルのいずれかを皮下に移植しました。各空間間に重なりがないことを確認しながら、ラット当たり最大 3 つのインプラントを配置しました。背中の切開部を断続縫合糸（4-0 Prolene、Ethicon）で閉じました。すべての実験は無菌環境で行われました。移植後 3 日目、1 週間目、2 週間目に、ラットを CO2 吸入によって安楽死させました。組織学的分析のために、対象となる皮下の領域を解剖し、10% ホルマリン中で 24 時間固定しました。移植の 2 週間後に分析のために血液を収集しました (追加ファイル 1: 図 S7)。

ラットの肝破裂修復については、雌の Sprague-Dawley ラット (225 g ～ 250 g) (n = 30) を ACP グループ (n = 15) と縫合糸グループ (n = 15) にランダムに割り当てました。サブグループ: ACP D3 (n = 5)、ACP W1 (n = 5)、ACP W2 (n = 5)、縫合糸 D3 (n = 5)、縫合糸 W1 (n = 5)、および縫合糸 W2 (n = 5) ）。ケタミン(80 mg/kg)の腹腔内投与を使用してラットを麻酔した。腹部の毛を除去し、手術中ラットを加熱パッドの上に置いた。腹部正中線切開により肝臓を露出させた。外科医は生検パンチ (Miltex) を使用して、肝臓に直径 4 mm、深さ 7 mm の切開を加えました。 ACP (2 mg) を穿刺穴に適用し、10 秒間軽く押して破裂を修復しました。縫合糸グループの場合、断裂を修復するために断続縫合糸 (5-0 Prolene、Ethicon) も追加されました。最後に、腹膜を連続縫合糸 (4-0 Prolene、Ethicon) で閉じ、腹部を断続縫合糸 (4-0 Prolene、Ethicon) で閉じました。すべての実験は無菌環境で行われました。術後 2 週間目に、ラットを CO2 吸入によって安楽死させ、分析のために血液を収集しました (追加ファイル 1: 図 S8)。肝臓破裂修復の対象領域を解剖し、組織学的分析のために 10% ホルマリン中で 24 時間固定しました。

腸吻合などの消化管の再建のために、メスのニュージーランドウサギ（2000 g ～ 2500 g）（n = 30）を ACP グループ（n = 15）と縫合糸グループ（n = 15）にランダムに割り当てました。サブグループ: ACP D3 (n = 5)、ACP W1 (n = 5)、ACP W2 (n = 5)、縫合糸 D3 (n = 5)、縫合糸 W1 (n = 5)、および縫合糸 W2 (n = 5) ）。２４時間絶食させた後、ケタミン（８０ｍｇ／ｋｇ）の腹腔内投与を用いてウサギを麻酔した。ウサギの腹部の毛を取り除き、手術中に加熱パッドの上に置きました。小腸を腹部の正中線切開により露出させた。辺縁血管を結紮し、ACP による腸の側面吻合を行いました。 ACPとの予期せぬ接触を避けるために、非手術領域をガーゼで覆った。ＡＣＰは、小型のステンレスピッカーを用いて腸の側面に慎重に広げられた。 ACP を備えた腸を同じ長さの腸の別のセクションに取り付け、10 秒間保持しました。

吻合端の小さな切開を通して、結合腸を縦方向に 1 cm 切開し、腸内容物をきれいに除去しました。腸内容物を除去し、内腔を洗浄し、小切開部を消毒した後、中断された縫合糸（6-0 Prolene、Ethicon）を反転させることによって小切開部を閉じ、腸の側面吻合を達成した。腸の側面を縦方向に1cm切開し、中断縫合糸（6-0 Prolene、Ethicon）を反転することによる従来の腸の側方吻合を行った陽性対照群を設定した。すべての実験は無菌環境で行われました。 24 時間後、ウサギに流動食を与え、48 時間後に通常の食餌を与えました。術後 2 週間目に、分析のために血液が採取され (追加ファイル 1: 図 S9)、ウサギは CO2 吸入によって安楽死させられました。組織学的分析のために、吻合部位の関心領域を解剖し、10% ホルマリン中で 24 時間固定しました。

盲検組織学的評価は、浙江大学サー・ルンルン・ショー病院病理学科の病理学者によって行われた。代表的な画像は研究で提供されました。肝臓切片および腸切片の組織病理学は、炎症（リンパ球および好中球浸潤）のスコアリングを用いて検査された[41]。炎症グレードは以下に示されています。1) グレード 0、炎症細胞なし。 2) グレード 1、高出力フィールド (HPF) あたりの炎症細胞浸潤が 10 個未満。 3) グレード 2、HPF あたり 10 個を超える炎症細胞浸潤、創傷周囲の粘膜下組織の 50% 以下。 4) グレード 3、創傷周囲の粘膜下層の > 50% を伴う炎症細胞浸潤 (追加ファイル 1: 図 S10)。

この記事のすべての比較研究の統計的有意性を実行するために、GraphPad Prism 8 (GraphPad Software, Inc.、カリフォルニア州ラホーヤ) を使用しました。複数のサンプル間の比較のための統計分析では、スチューデントの t 検定が使用され、複数のデータグループ間の比較には、一元配置分散分析 (ANOVA) とその後のテューキーの多重比較検定が行われました。 2 つのデータグループ間の統計分析では、統計的有意性と P 値は Student の t 検定によって決定されます。 < 0.05 の AP 値は有意であるとみなされました。

ACP は次の 4 段階で組織を架橋するように設計されています (図 1)。 1) 適用: ACP はミクロンサイズに粉砕されているため、ミクロンスケールの組織欠陥に適用して適合させ、限られた不規則な表面トポグラフィーに適合させることができます。 ACPは小さいですが吹き飛ばされにくく、ダスティングや浸漬などにより組織表面に適用できます（図1a）。 2) 凝集: 組織表面は湿っていて血まみれであることがよくあります。 ACP は、組織に残っている水分を迅速に吸収するために多孔質になるように設計されています。吸収後、ACP は膨張して粘着性のあるヒドロゲル粒子になります。ヒドロゲルは、粒子間の水素結合を促進するキトサン架橋ポリアクリル酸ポリマーネットワークで構成されています（図1b）。その結果、ACP は膨潤し、凝集して粘着性ヒドロゲルクラスターになります。 3) 架橋: ポリアクリル酸のポリマーネットワークには豊富なカルボン酸基があります。それらは、組織表面との水素結合および静電相互作用を急速に形成することができます。ハイドロゲルクラスターは、組織欠損の界面の両側にしっかりと接着することで、これらの組織を接続します。 4) 分解: ヒドロゲルポリマーネットワークの架橋剤であるキトサンは、その主鎖上のグリコシド結合が酵素によって切断されると分解します。キトサンが分解すると、ポリマーネットワークの架橋剤密度が減少し、ヒドロゲルは不溶性固体からポリマー溶液に変化します。組織が再生されると、分解が起こります。再建された組織は徐々に治癒し、ACP は除去されます。組織間に適用されたACPの経時的な化学的および物理的変化は、上記の6つの状態、つまり適用、膨張、凝集、架橋、分解、組織治癒に分類できます（図1c）。さらに、ACP内部の変化を示すために、4つの典型的な段階（粒子の適用、膨潤と凝集、再構築のための架橋、治癒後の分解）を選択しました（図1d）。

架橋組織における ACP のメカニズムを示す概略図。 a ACP は組織間の境界面に適用して架橋することができます。深いヘリンボーン溝は、重度の損傷を受けた組織の代表的な限定された不規則な形状であり、接着剤が橋を架けるのは困難です。 b ACP には、ポリアクリル酸で架橋されたキトサンのポリマーネットワークが含まれています。これらは組織界面でヒドロゲルクラスターを形成し、水素結合と静電相互作用によって別々の組織を点ごとに橋渡しします。 c ACPの形態変化とACPの適用による組織治癒の進化。組織界面に適用された後、ACP は残留水を吸収して膨潤し、凝集して接着性ヒドロゲルクラスターを形成し、組織を結合で橋渡しし、組織が治癒するときに分解します。 d 適用、膨潤/凝集、組織の架橋、分解中の ACP のポリマー鎖の進化と結合形成。 e 姿勢準備状態、膨潤状態、凝集状態、架橋状態のACPの走査型電子顕微鏡画像。架橋状態は、ACP を使用してブタの腸の 2 つの部分を架橋した後に捕捉されます。 ACP 粘着性クライオゲル粒子

この設計を作成するために、マイクロサイズの多孔質、粘着性、生体適合性、生分解性の ACP が製造されました。キトサン架橋ポリアクリル酸ネットワークから構成されるヒドロゲルが合成されました（追加ファイル 1：図 S11）。キトサンは豊富なアミド基を有しており、アクリル酸のカルボン酸基と縮合してペプチド結合を形成します。縮合を促進するために、EDC を N-ヒドロキシスクシンイミド (NHS) とともに添加しました。キトサン鎖は、複数のアクリル酸モノマーと縮合した後、ポリマーネットワークの生分解性架橋剤として機能します。凝縮はCN-Cユニットの存在によって検証され、透過FTIRスペクトルを使用することで検出できました（追加ファイル1：図S4）。ヒドロゲルは、UV光下でのアクリル酸のフリーラジカル重合によって硬化されました。次に、ヒドロゲルを生理食塩水で精製して、生体適合性のあるポリアクリル酸から有毒な残留アクリル酸モノマーを除去しました（追加ファイル1：図S5）。得られたヒドロゲルは、粘着性があり、柔らかく（弾性率 0.46 kPa）、柔軟性が高い（59.3 倍まで伸長可能）（追加ファイル 1：図 S12）。接着性ヒドロゲルを凍結乾燥してクリオゲルにし、粉砕して粒子にしました（追加ファイル 1：図 S1）。得られた ACP の直径は約 10 μm で、多孔質でした (孔径約 1 μm)。接着プロセス中、ACP の形態は膨潤、凝集、架橋という一連の変化を経ます。塗布後、多孔質 ACP は水分を吸収して膨張し、すぐに非多孔質ヒドロゲル粒子に変化します。そして、これらのハイドロゲル粒子は互いに凝集し、チャネルを備えたバルクハイドロゲルとなります。バルクヒドロゲルは組織表面に接着し、組織-組織界面で架橋を形成します（図1e）。バルクヒドロゲルの機械的特性は、水分含有量に関連していました（追加ファイル 1：図 S13）。

ACP の接着技術は、多くの点が任意のトポグラフィーを備えた表面を形成する、点ごとの接着として要約できます。この接着戦略は自然界で広く発見されており（例えば、ヒトデは多数の管足を使って荒れたサンゴ礁に張り付き、ハタキアリは絹を使って葉を編んで巣を形成する）、分子ステープルと呼ばれる丈夫な架橋島による柔らかい材料の統合を刺激した。この戦略では、架橋点の直径が接着剤の傷に敏感な長さよりも小さくなると、接着は堅牢になります。

180 度剥離試験を使用して ACP の接着性能を評価しました。このテストでは、接着のために同じ素材の 2 つの部分の間に ACP を適用しました。接着エネルギー Γ は、測定された 2 倍の剥離力 F を試験片の幅 W で割ることによって計算されました (図 2a)。まず、ACP の投与量を評価しました。ポリアクリルアミド (PAAm) ハイドロゲルは、軟組織に似た安定した物理的特性を備え、非常に入手しやすいため、測定のモデル材料として選択されます。図 2b は、ACP の用量が低い (8.6 mg/cm2 未満) と接着エネルギーが大幅に増加することを示しており、ACP の量が表面を覆うには不十分であることを示しています。 ACP の投与量が 8.6 mg/cm2 を超えると、接着エネルギーはほとんど変化せず、約 612.9 J/m2 で一定でした。接着性能に対する劣化の影響を評価しました。 PAAm ハイドロゲルは、分解を促進できない脱イオン水で調製されました。その結果、ACPはPAAm界面で安定したままであり、ACPを3000分間塗布した後も接着エネルギーが維持されました。対照的に、ブタの胃およびブタの腸からの分泌物には、ACP を分解するさまざまな酵素が含まれている可能性があります。 ACPによるこれらの組織の接着エネルギーは1500分後にゼロに減少します（図2c）。また、リゾチームまたはトリプシン酵素の存在下でACPが分解および溶解した後のACPの重量減少も検出しました（図2d）。胃と腸の酵素は、ACP を急速に分解することができます。 ex vivoで測定された接着エネルギーはACPによる接着のみを考慮しているのに対し、in vivoでは組織は速く治癒します。 ACPが組織の治癒を遅らせないように、分解速度は組織の治癒速度と一致する必要があります。

ACPの界面接着性能。界面接着エネルギー試験用の 180 度剥離セットアップ。 b 異なる用量の ACP によって架橋されたヒドロゲルの接着エネルギー。ガイドラインは線形フィッティングによってプロットされました。 c ヒドロゲル（ACPは分解しない）およびACPによって架橋された胃片（ACPは分解する）の時間の関数としての接着エネルギー。 d PBS、リゾチームおよびパンクレアチン溶液を含む PBS における ACP のインビトロ生分解。 e ACPによって架橋されたさまざまな組織の接着エネルギー。 P 値は Student の t 検定によって決定されます。 f 180 度剥離試験中、ACP は界面亀裂が成長する前に伸長して組織を橋渡しします。 g 剥離後、ACP は組織の両側に残り、凝集破壊が ACP 層を通過したことを示します。 ce の値は平均値 ± SD を表します (エラーバーは SD を示します。n = 3 ～ 5 の独立したサンプル)。 ACP 粘着性クリオゲル粒子、PBS リン酸緩衝生理食塩水

ACP は、ブタの心臓、腸、肝臓、筋肉、胃などのさまざまな組織を橋渡しできます。組織の靭性と ACP との結合を形成する能力により、接着性能が変化します。独立したサンプルを使用して 180 度剥離試験を各組織に 3 ～ 5 回適用し、平均値と標準偏差を取得しました。したがって、界面接着エネルギーは組織によって異なります [心臓では (670.9 ± 50.1) J/m2、腸では (607.6 ± 30.0) J/m2、肝臓では (473.7 ± 37.0) J/m2、(186.1 ±筋肉の場合は 13.3) J/m2、胃の場合は (579.3 ± 32.3) J/m2] (図 2e)。 ACP は膨潤し、組織界面で凝集して接着性ヒドロゲルクラスターになります。剥離によって界面が開くと、ヒドロゲルクラスターは破断する前に非常に伸びます。これは特に心臓の場合に当てはまります。心臓の場合、ハイドロゲルクラスターは剥離時に非常に伸びるため、最も高い接着エネルギーを持ちます（図2f）。ヒドロゲルクラスターの伸びと接着エネルギーとの関係は、亀裂架橋の強化メカニズムに起因しており、ヒドロゲルクラスターの変形により亀裂先端でのエネルギーが消散します。 ACPと組織の間の相互作用は強固でした。凝集破壊は、界面接着強度が凝集ヒドロゲル強度よりも大きいことを示しています（図2g）。

我々は、in vitro での細胞培養と in vivo での背部皮下移植によって ACP の生体適合性を調べました。 LO2 および Caco-2 の細胞増殖を測定しました (図 3a ～ c)。 ACP ならし培地は、対照培地 (未使用の DMEM) と比較して細胞増殖に影響を与えませんでした。細胞生存率は、ACP 馴化培地で 72 時間培養した後、LO2 については (98.8 ± 1.2) %、Caco-2 については (98.3 ± 1.6) % という高レベルに維持され、これはコントロールと同等でした。 LO2 と Caco-2 の細胞生存率は、細胞を ACP に 24 時間または 48 時間曝露した後でも、そうでない場合でも同等でした（追加ファイル 1：図 S6）。特に、ACP下でLO2とCaco-2の両方の量を比較するのではなく、ACPまたは対照下でLO2とCaco-2の細胞生存率と細胞増殖を調査することを目的としました。移植の 2 週間後、分析のために血液が採取されました。白血球 (WBC)、好中球 (NEU)、単球 (MON)、およびリンパ球 (LYMPH) を含む炎症細胞の血液分析は、健康なグループ、フィブリングループ、および ACP グループの間で同等であり、ACP の良好な生体適合性を示しています (図4a)。

インビトロでの ACP の生体適合性。 a LO2 および Caco-2 を対照培地および ACPs 条件培地で培養した場合の蛍光吸光度。 b 対照培地およびACP馴化培地におけるLO2（上）およびCaco-2（下）の3日間の生死アッセイの共焦点顕微鏡画像。 c 3日間培養後の生死アッセイにおけるLO2（上）およびCaco-2（下）のインビトロ細胞生存率。 ACPs 粘着性クリオゲル粒子、LO2 ヒト正常肝細胞、Caco-2 ヒト腸上皮細胞

in vivo での ACP の生体適合性。 a ACP を 2 週間移植した後のラットの代表的な血液分析データ。背側皮下空間に3日間(b)、1週間(c)、および2週間(d)植えた後のACPの代表的な組織学的画像である。 e フィブリンゲルを背側皮下空間に2週間植えた後のフィブリンゲルの位置の代表的な組織学的画像（フィブリンゲルはH＆E染色プロセス中に脱落します）。各画像について、追加の 4 つの独立した実験で同様の結果が得られます。 ACP 粘着性クリオゲル粒子、GT 肉芽組織 (炎症の領域を示す)、SM 骨格筋

また、ACP をラット背部皮下モデルに 2 週間移植した後の炎症の程度と形態的変化も調査しました。組織学的画像でACPの経時的な形態変化を観察し、生体内でのACPの分解を実証しました（図4b〜d）。組織学的評価により、ACPによって引き起こされる炎症反応は穏やかであり、組織接着剤の市販製品であるフィブリンによって引き起こされる炎症反応に匹敵することが示されました（図4d、e）。また、組織学的画像でACPの経時的な形態変化も観察し、生体内でのACPの分解を実証しました（図4b〜d）。健康なラットと、フィブリンまたは ACP を 2 週間移植したラットから血液を採取しました。ラットの血液分析は、炎症や全身毒性の顕著な兆候はなく、3 つのグループ間で同等でした（追加ファイル 1：図 S10）。

ACP はあらゆる表面地形に適応できます。我々は、実質を有する臓器の限られた欠損と、内部が空洞の海綿状臓器の不連続部分を架橋する適用可能性を示しました。実質器官は通常、重度の傷によって損傷を受けており、常に不規則な表面トポグラフィーを持ちます。これを実証するために、ブタの心臓、肝臓、腎臓のコレクションを ex vivo モデルとして使用し、ラットの肝臓を in vivo モデルとして使用しました (図 5a、b、追加ファイル 1: 図 S14a、b)。 ex vivo モデルの場合、組織はメスを使用して切断され、深いヘリンボーン溝 (深さ 10 mm 以上) の形状の傷が生じました。肝臓は再構築のために 3 つの部分に分離されました。残った血液を除去した後、ACP を深い傷に散布しました。分離された組織の再構築は、傷を 10 秒間保持した後に完了しました。分離された肝臓も、界面をACPに浸し、断片を組み立てることによって復元されました。再構成された組織界面は、ACP による架橋のおかげで剥離に抵抗しました (追加ファイル 2)。肝破裂は最も一般的な実質臓器の外傷であるため、緊急の場合には肝臓の修復が必要です。 ACP の組織欠損欠陥への応用は、in vivo ラットモデルで検証されました。ラットモデルの肝臓に円筒形の穴（直径４ｍｍ、深さ７ｍｍ）を傷として掘った。ラットの肝臓の直径（20 ～ 30 mm の範囲）を考慮すると、創傷サイズは巨大です。止血鉗子を使用して血流を遮断し、残留血液を拭き取った後、深い傷を ACP で閉じました。鉗子を開いて肝臓に血液を再供給した後、修復された傷の部位に漏出は観察されなかった(追加ファイル3)。 5 つの独立した in vivo 実験が実施され、ラットモデルは手術後 2 週間以上正常な行動を示しました。手術の2週間後に取得された組織学的画像は、肝細胞が同等の炎症を伴う界面全体で成長していることを示しました（追加ファイル1：図S10a、一方、ACPは部分的に分解されました（図5c））。肝臓モデルの血液分析は3つのグループ間で同等でした炎症や全身毒性の顕著な兆候はありません（追加ファイル 1：図 S8）。

ACP の in vivo および ex vivo での応用。 a ブタ肝臓を生体外で深いヘリンボーン状の溝の形に重度の傷を付けて 3 つの部分に切断しました。 ACPを使用して組織界面を架橋した後、肝臓が再構築されました。 b in vivo でラット肝臓に重度の円筒状の傷を付けました。損傷の内面を ACP で架橋した後、出血することなく傷が閉じられました。 c 損傷を受け、2週間ACPによって架橋（左）または縫合（右）によって修復された後のラット肝臓の代表的な組織学的画像。 d ex vivoでACPを使用したブタ大腸の側面吻合。 e in vivoでACPを使用したウサギ小腸の側面吻合。 f ACP（左）または縫合（右）を使用した側面吻合を2週間行った後のウサギ小腸の代表的な組織学的画像。 ACP 粘着性クライオゲル粒子

海綿体臓器は通常、不連続な断面によって損傷を受けます。これは、ブタの胃（追加ファイル 1：図 S14c、追加ファイル 4）および大腸（図 5d、追加ファイル 5）の ex vivo モデル、およびウサギの in vivo モデルでも実証されました。腸（図５ｅ、追加ファイル１：図Ｓ１４ｄ、追加ファイル６、追加ファイル７）。 ex vivo モデルでは、胃に穴を開けてヘリンボーン状の切開を残し、大腸を切り取って環状部分にしました。胃の外表面および切開周囲にACPを適用した後、ACPを備えた表面を折り畳んで一緒につまみました。その後、胃が水で満たされても漏れることなく切開部が密閉されました。ＡＣＰは、腸を内側に向けて浸すことによって、大腸の外表面に適用された。再接続された直径 30 mm の大腸は、破裂する前に 4.7 N の引き剥がし力に抵抗しました (追加ファイル 1: 図 S15)。ピンホールを通って空気が漏れた、しっかりと縫われた腸からの破裂圧力3.7 kPaと比較して、ACPは界面での接着が破壊される前に7.8 kPaの抵抗圧力で腸を橋渡ししました（追加ファイル1：図S16、追加ファイル8））。腸破裂は最も一般的な海綿体臓器の外傷であるため、消化管の再建には腸吻合が必要です。 in vivoウサギモデルでは、ACPによる腸吻合が行われました（図5e）。手術中、腹部癒着のリスクを回避するために、滅菌ガーゼを使用して手術領域を分離しました（追加ファイル1：図S17a）。一方、管腔内の残留粉末を考慮して、腸吻合後の腸の開通性もチェックしました（追加ファイル1：図S17b）。術後 2 週間目に、ACP グループでは腹部癒着や腸閉塞は観察されませんでした (追加ファイル 1: 図 S17c)。モデルウサギは手術後 2 週間で正常な行動を示しました。腸粘膜は２週間以内に再構築され、同等の炎症を伴って架橋された（図５ｆおよび追加ファイル１：図Ｓ１０ｂ）。この手術では、ACPによる腸の架橋にかかる時間は30秒未満で、10分以上かかる縫合に比べて著しく速い。

細胞毒性から生体適合性まで、また弱い接着から強い接着まで、さまざまな組織接着剤が開発されています。ほとんどの接着剤は、創傷封鎖と止血機能のみに適しており、臓器破裂や消化器系断裂などの重傷の治療には不十分です。これらの損傷では、強力な組織間接着で異なる組織を架橋する必要があり、これにはさらなる困難が伴い、接着剤の大部分が役に立たなくなります。特に、組織間に癒着が形成されるため、接着剤が生分解性であることが必要となる。そうしないと、治癒中の組織に埋め込まれてしまいます。さらに、界面全体での物質移動と組織の成長を維持するには、それらは不連続でなければなりません。さらに、分離された組織は通常、不規則な表面トポグラフィーを持ち、限られた不規則な界面に接着剤が適合する能力は重要です。この研究は、ACP の形態の組織接着剤を開発することを目的としていました。 ACP は、迅速、穏やか、かつ経済的な調製により得ることができます。また、限られた不規則な組織欠損に到達して適用することもできます。組織接着剤の生体適合性と接着要件を満たすことに加えて、それらは異なる組織を架橋する基準も満たします。 ACP は生分解性であり、不連続な組織界面を可能にします。さらに、ACP の適用は簡単であり、組織の再構築に必要な時間が短縮されるため、さまざまな外科手術に有利です。我々は、ACP の性能を、ヒドロゲルテープ [24、29]、ペースト [37]、フィブリンゲル、UV 硬化性外科用接着剤 [42]、シアノアクリレート接着剤、GI パッチ [43]、コアセルベート接着剤などの最近の報告で組織接着剤と比較しました。誘導ヒドロゲル [39]、粘着パウダー [36] (表 1)。 ACP は、高い接着エネルギー、迅速な接着形成、優れた生体適合性、生分解性、および形態適応性を備えています。 ACPの適用中にACPと無関係な組織との予期せぬ接触を避けるために慎重に広げる必要がありますが、それでも臨床現場では十分な操作性を備えています。

この研究では、ACP の接着と生物学的性能が特徴付けられました。さまざまな組織への接着エネルギーは相当なものです。これは、異なる組織基材間の接着エネルギーの顕著な違いです。この組織依存性接着は、強靭なヒドロゲルに基づく強力な組織接着に関する最近の報告にも存在します。たとえば、丈夫なアルギン酸ポリアクリルアミドヒドロゲルは、さまざまな組織で異なる接着エネルギーを示しました（皮膚では約900 J/m2、軟骨では約900 J/m2、心臓では約600 J/m2、動脈では約600 J/m2、そして約600 J/m2）。肝臓には 200 J/m2) [44]。ドライハイドロゲルテープもこの傾向を示しました（皮膚で 710 J/m2 以上、小腸で 580 J/m2、胃で 450 J/m2、筋肉で 570 J/m2、心臓で 340 J/m2、および 190 J/m2 以上）。肝臓の場合は m2）[24]。架橋ポリマーキトサンベースの接着は、組織関連の接着エネルギーも示します (肝臓では約 10 J/m2、心臓では約 25 J/m2、動脈では約 35 J/m2、皮膚では約 90 J/m2) [27]。組織依存性の界面靱性は、生化学と力学が結びついた複雑な問題であり、ほとんど解明されていないままです。しかし、組織依存性の接着性能は、組織の機械的特性および組織のヒドロゲルとの界面相互作用に関連しているという一般的な仮説が存在する[45]。

ACP は、市販のフィブリンゲルに匹敵する優れた生体適合性も示しました。生分解性は酵素溶液、組織接着試験、生体内実験により検証されました。 ACP は生分解性と生体適合性があるため、薬物送達や創傷管理に応用できる可能性があります。 ACP は非常に適しており、組織が重傷を負ったり、さまざまな限定的で不規則な欠損が生じたりする医療現場で利点をもたらします。我々は、重傷を負った臓器や腸吻合部の修復における ACP の応用を実証しました。特定の疾患モデルは定義していませんが、腸の側対側吻合の外科手術は、腸腫瘍、炎症性腸疾患、腸穿孔など、腸の再建のために部分切除を必要とする疾患に適しています[46、47、48]。。他の未研究の臓器や軟骨組織も ACP によって修復できます。 ACP は、胃腸および膵臓の吻合だけでなく、腰椎椎間板切除術や靱帯修復術などのさらなる外科手術にも利用される可能性があります。経皮的損傷の場合、筋肉と皮膚が損傷しており、組織表面が規則的である場合には、粘着テープや市販の止血製品の方が良い選択肢となる可能性があります。戦時中は腸の損傷が多く、緊急の診断手順と緊急治療が必要となる[49]。 ACP は、保管が簡単で、携帯性に優れ、製造が容易なため、戦場での救助や腸損傷の入院前ケアに有利なソリューションを提供します。さらに、最前線の医療従事者は、最小限の訓練を受けながら、ACP を使用して腸の欠損を数分で閉じることができます。

この研究にはいくつかの制限があります。まず、接着エネルギーは組織によって異なることに注意しましたが、現在の研究はいくつかのブタ臓器への接着エネルギーを測定しているだけであり、より多くの応用のためにより多くの組織への追加の接着性能を測定する必要があります。第 2 に、既存の ACP の場合、劣化のペースは変更できません。ただし、代替の分解性架橋剤が存在するため、架橋剤を交換することで分解速度を調整する必要があります。第三に、すべての動物は ACP 関連の処置後 2 週間のみ追跡調査されます。包括的な生物学的評価には、追加の長期調査が必要です。第 4 に、不注意な取り扱いによって過剰な ACP が欠損領域の外側に広がると、外科手術において腹部癒着やさらには腸閉塞を引き起こす可能性があります。 ACP にはより正確な投与量制御方法が必要であり、静電スプレーは潜在的に効果的な方法です。

結論として、ACP は優れた機械的特性、組織との生体適合性、および任意の表面トポグラフィーへの接着性を示します。 ACP は、将来の治療手順で組織を架橋する可能性のある方法を提供します。 ACPによる限られた不規則な組織欠陥の修復という迅速なアプローチは、戦場での救助戦略に関するさらなる研究の基礎を提供する可能性がある。

現在の研究で使用されたデータセットは、合理的な要求に応じて責任著者から入手できます。

アクリル酸

アクリルアミド

粘着性クライオゲル粒子

ヒト腸上皮細胞

ダルベッコリン酸緩衝生理食塩水

ダルベッコ改良イーグル培地

1-エチル-3-(3-ジメチルアミノプロピル)カルボジイミド

フーリエ変換赤外分光器

肉芽組織

高出力フィールド

高速液体クロマトグラフィー

ヒト正常肝細胞

リンパ球

N,N'-メチレンビスアクリルアミド

単球

好中球

N-ヒドロキシスクシンイミド

電子顕微鏡で観る

骨格筋

紫外線

白血球

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著者らは、有益なアドバイスをくださった浙江大学の Zhen Gu 教授、Tao Xie 教授、Hao-Fei Zhou 教授に感謝します。著者らは、共焦点顕微鏡の技術的サポートについて Bao-Hua Ji 教授と Guang-Song Xie に感謝します。

この研究は、中国国家自然科学財団 (12102388、T2125009、92048302)、中国国家重点研究開発プログラム 2017 (YFA0701100)、中央大学基礎研究基金 (226-2022-00141、2022QZJH52) の支援を受けました。）。

Yao-Ting Xue、Ming-Yu Chen、Jia-Sheng Cao もこの作業に同様に貢献しました

浙江大学工学機械学科、杭州、310027、中国

Yao-Ting Xue、Lei Wang、Si-Yang Li、Xin-Ge Li、Kai-Hang Zhang、Xu-Xu Yang、Tie-Feng Li、Wei Yang

浙江省ソフトマシンおよびスマートデバイスの主要研究所、浙江大学、杭州、310027、中国

Yao-Ting Xue、Lei Wang、Si-Yang Li、Xin-Ge Li、Kai-Hang Zhang、Shu-Qiang Hao、Xu-Xu Yang、Tie-Feng Li、Wei Yang

X-Mechanics センター、浙江大学工学機械学科、杭州、310027、中国

Yao-Ting Xue、Lei Wang、Si-Yang Li、Xin-Ge Li、Kai-Hang Zhang、Tuck-Whye Wong、Xu-Xu Yang、Tie-Feng Li、Wei Yang

浙江大学、Sir Run-Run Shaw Hospital、一般外科、杭州、310016、中国

ミンユー・チェン、ジアシェン・カオ、ジアハオ・フー、ジーリャン・シェン、サルン・ジュエンパニッチ、シウジュン・カイ

ソフトインテリジェントマテリアルズ株式会社、蘇州、215123、中国

チェン・シーボ

生物医工学部および健康科学部および先端膜技術研究センター、Universiti Teknologi Malaysia、81310、Skudai、マレーシア

タックホワイ・ウォン

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XXY、TFL、YTX は研究の構想に貢献しました。 YTX と XXY は、粘着性クライオゲル粒子の材料と方法を発明しました。 YTX、XXY、SYL、SQH、LW が機械試験と分析を実施しました。 JSC、MYC、JHH、JLS、および SJ は、in vitro、ex vivo 実験、および in vivo ラット研究を設計および実施しました。 MYC、JSC、および JLS は、ウサギの in vivo 研究を計画し、実施しました。 YTX、KHZ、SBC、XGL はデータの視覚化に役立ちました。 XXY、YTX、JSC、および MYC が元の原稿を執筆し、XJC、TFL、WY、および TWW が原稿をレビューおよび編集しました。 YXX、TFL、MYC、XJC、および WY がプロジェクトを監督しました。著者全員が最終原稿を読んで承認しました。

Xu-Xu Yang への通信。

動物を用いたすべての研究は浙江大学の施設内動物管理使用委員会 (#ZJU20220181) によって承認され、術後のケアは浙江大学サールンランショー病院動物実験センターのスタッフによって監督されました。

適用できない。

著者らは、競合する利益を持たないことを宣言します。

：図S1。 ACPの準備。図S2。 ACPによって架橋されたさまざまな組織の接着エネルギー試験。図S3。 ACPによる接着界面の走査型電子顕微鏡画像。図S4。 M ACP の透過 FTIR スペクトル。図S5。 HPLCによるACP中の残留モノマーの定量図S6。 LO2 および Caco-2 の生死アッセイの共焦点顕微鏡画像。図S7。背部皮下移植２週間後のラットの血液分析結果。図S8。 2週間の肝臓手術後のラットの血液分析結果。図S9。腸吻合術後2週間後のウサギの血液分析結果。図S10。インビボでのウサギの小腸およびラット肝臓の組織学的評価。図S11。 ACP のポリマーネットワークの形成と分解。図S12。キトサン架橋 PAAc ハイドロゲルの機械的特性。図S13。水中でACPを凝集させることによるヒドロゲルの機械的特性。図S14。 ACP のアプリケーションの生体外デモンストレーション。図S15。縫合とACPを使用した再建ブタ大腸の引張試験。図S16。縫合とACPによる再建ブタ大腸の破裂圧力。図S17。 in vivo ウサギモデルにおける ACP による腸の側面吻合における腹部癒着の予防。

追加ファイル 2: ACP による生体外での損傷したブタ肝臓の修復。

追加ファイル 3: ACP は、生体内で出血しているラット肝臓を橋渡しします。

追加ファイル 4: ACP による ex vivo での穴の開いたブタの胃の修復。

追加ファイル 5: ACP による ex vivo での切り取られたブタ腸の修復。

追加ファイル 6: in vivo での ACP による腸の側面吻合。

追加ファイル 7: in vivo での ACP による腸の端から端への吻合。

追加ファイル 8: ACP と縫合によって架橋されたブタ腸の破裂圧力。

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転載と許可

Xue、YT、Chen、MY、Cao、JS。他。限られた不規則な組織欠損を架橋するための粘着性クリオゲル粒子。 Military Med Res 10、15 (2023)。 https://doi.org/10.1186/s40779-023-00451-1

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受信日: 2022 年 10 月 6 日

受理日: 2023 年 3 月 5 日

公開日: 2023 年 3 月 23 日

DOI: https://doi.org/10.1186/s40779-023-00451-1

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